在分離膠中加入Tris HCL有什麼效果？

在配製分離凝膠時，如果加入Tris-HCl，可能會對流動凝膠產生以下影響：

緩衝能力：Tris-HCl 是一種緩衝液，其目的是保持 pH 值穩定性。 Tris-HCl的加入增加了緩衝能力，並有助於保持pH值的穩定性，這可能對某些實驗有益。

然而，過多的Tris-HCl可能會影響一些實驗的結果，例如蛋白質的穩定性或活性。

離子強度：Tris-HCl的加入可能會增加溶液的離子強度，從而影響電泳效率。 具有高離子強度的溶液可能會降低離子移動的速度，從而影響電泳的有效性。

蛋白質穩定性：Tris-HCl的pH值可能會影響蛋白質的穩定性。 pH 值過高可能會使蛋白質不穩定，從而影響電泳的有效性。

電極保護：Tris-HCl 是一種弱鹼性物質，可保護電極免受腐蝕。 然而，過多的Tris-HCl可能會影響電極的功能，從而影響電泳的有效性。

因此，在配製分離凝膠時，應嚴格按照配方配製，避免新增過多的Tris-HCl。 如果新增額外的Tris-HCl，可以重新配製凝膠，以確保實驗結果的準確性。

在SDS-PAGE不連續電泳中，凝膠製備緩衝液。

使用Tris-HCl緩衝系統，堆積凝膠為分離凝膠; 而電泳緩衝液使用三甘氨酸。

緩衝系統。 在堆積凝膠中，其pH環境呈弱酸性，因此甘氨酸的解離很少，在電場作用下游泳效率低。 另一方面，Cl離子非常高，兩者之間形成導電性較差的帶，蛋白質分子在兩者之間游動。 由於導電性和電場強度。

成反比，該區域形成更高電壓的剃鬚，壓制的蛋白質分子聚集在一起並凝結成乙個窄帶。 當樣品進入分離凝膠時，由於凝膠中pH值的增加，呈鹼性，甘氨酸大量解離，游動速率增加，直接跟隨氯離子。

然後，由於分離凝膠的孔徑縮小，蛋白質分子在電場作用下根據其固有的電荷率和分子大小進行分離。

Tris-HCl在DS電泳中堆積凝膠中的作用是提高電離速率。

移動介面處蛋白質的濃度僅取決於Yana果實堆積凝膠中Tris-HCl的濃度，並且由於堆積凝膠是大孔徑凝膠，因此沒有沸石效應。

然而，當移動介面到達濃縮凝膠分離的介面時，凝膠的pH值顯著公升高，導致GLY大量解離，有效游游速率增加，並超越蛋白質後氯離子。 同時，凝膠的孔徑減小，使蛋白質遷移率降低。 然後，蛋白質分子在電壓梯度中游動，最終根據它們的可充電性和分子大小進行分離。

我以前做過一次，標記物和樣品只在分離凝膠的上半部分分開，下半部分根本沒有分開，標記條根本看不見。

15%的膠水應該很好，跑得更久，距離更遠，就可以跑了。 樣品上樣量取決於您的蛋白的表達量，一般15-30g應該沒問題，但如果使用-actin作為對照，建議使用另外12%凝膠來執行-actin，使靶蛋白的寬度和對照條帶大致相同。

你可以嘗試小分子膠水，但15%是沒有問題的。 載入的樣品量不是很重要，具體取決於載入的樣品濃度。

跑不掉？ 測試染色？ 如果是雜項抗體，就沒有跑不掉的問題吧？ 或者用大膠水跑，如果你們中有人能得到它。

會有影響。

分離凝膠少，堆積凝膠多，這意味著蛋白質分離過程將縮短。 雖然膠水濃度不會改變，但膠水的比例會比普通膠水小。 這就像普通螢幕變成寬屏的感覺。

Western blot中凝膠濃度的選擇取決於目標蛋白的分子量，不同的凝膠濃度對目標蛋白的不同分子量有不同的解像度，例如，15%凝膠更適合45 kDa蛋白，10%凝膠更適合70 kDa目標蛋白，並且由於Western blot的膜應是完全覆蓋SDS Page的凝膠， 無需過多擔心凝膠上的條帶 因此，Western blot中凝膠濃度的選擇取決於目標蛋白的分子量。

如果溴酚藍跑到膠水底部，26kd是10%從底部到頂部的1 4,15%是從底部到頂部的1 2左右（不是很確定），對於分子量相對較小的蛋白質，當然凝膠的濃度越大， 分離效果越好。但你必須考慮到，一旦凝膠的孔徑小於蛋白質-SDS複合物的直徑，所有分子量大於該蛋白質的蛋白質仍然沒有很好的分離。 如果孔徑太大，所有蛋白質的執行速度都太快，以至於它們無法分離。

因此，關鍵是要看這個分子量附近的蛋白質，比如所有蛋白質在5kd以內，不同濃度的膠水的速度差要盡可能大，假設對數正態分佈，那麼方差要足夠大，才能有更好的分離效果。 另一方面，蛋清跑得越遠，它們就越能將自己與附近的蛋白質分離。

我的建議是溴酚藍跑到最後，靶蛋白正好是整個凝膠的1到2個地方，分離時效果最好。

我的理解是在整個電泳系統中保持一定濃度的SDS，以確保蛋白質與SDS完全結合，否則可能會影響電泳效果。

生化實驗預習思維題。 不幸的是，沒有答案。